溶源性是普遍的且廣泛分布于鼠腸道微生物

Lysogeny is prevalent and widely distributed in the murine gut microbiota

作者：Min-Soo Kim, Jin-Woo Bae

時間：2018.4.1

期刊：The ISME Journay

IF: 9.520

DOI: 10.1038/s41396-018-0061-9

噬菌體是腸道微生物組的中心成員和潛在的調(diào)節(jié)劑；然而，腸道細菌和噬菌體的生態(tài)和進化關(guān)系知之甚少。在此，作者通過從共生細菌的宏基因組重建的基因組中的前噬菌體來研究C57BL/6J小鼠細菌群落中溶源性細菌（溶源菌）的豐度和多樣性。作者比較了前噬菌體基因組與游離噬菌體的宏基因組數(shù)據(jù)，以研究溶源菌和前噬菌體的活性。在不同分類群中大多數(shù)共生細菌被鑒定為溶源菌。相比擬桿菌門和放線菌門，在厚壁菌門和變形菌門中發(fā)現(xiàn)了更多的溶源菌。前噬菌體基因組與自由噬菌體的宏基因組具有高度的序列相似性，表明大多數(shù)溶源菌似乎具有活性，并且預先作為活性噬菌體自發(fā)誘導；飲食干預改變了前噬菌體的組成。相比之下，CRISPR-Cas系統(tǒng)存在于少數(shù)共生細菌中，并且很少對腸道噬菌體具有活性。細菌-噬菌體感染網(wǎng)絡的結(jié)構(gòu)是“嵌套模塊化的”，模塊化在各個分類學水平內(nèi)出現(xiàn)，表明溫和型噬菌體特征已經(jīng)在很長的系統(tǒng)發(fā)育時間尺度上發(fā)展。作者得出結(jié)論，具有廣泛宿主范圍的噬菌體會導致腸道生態(tài)系統(tǒng)中溶源性的流行。

腸道微生物群被認為是宿主生理和代謝的潛在調(diào)節(jié)因子。雖然微生物介導的宿主表型是由于不同類型微生物之間的相互作用的結(jié)果，但是大多數(shù)微生物組研究都集中在細菌上。病毒是腸道微生物群的核心成員，噬菌體群落組成部分占人類糞便宏基因組的17%且噬菌體和共生細菌一樣多。宏基因組學研究表明，溫和型噬菌體是人類和小鼠腸道宏病毒組中主要且適應的成員，其組成的改變與微生物相關(guān)疾病有關(guān)，腸道噬菌體對宿主健康和疾病中扮演著重要角色。預計噬菌體的溫和行為將顯著影響腸道微生物組的組成和功能，為了驗證這一點，作者首先需要評估溶源性的程度，并確定細菌和噬菌體如何在腸道生態(tài)系統(tǒng)中相互作用。

細菌-噬菌體相互作用是細菌生理和代謝的核心，促進了細菌群落的遺傳多樣性和進化。噬菌體通過裂解破壞宿主細胞，在宿主間轉(zhuǎn)移基因，通過溶源轉(zhuǎn)化修飾宿主表型。由于感染方式的不同，對溫和型噬菌體的研究遠遠少于裂解型噬菌體。用絲裂霉素C誘導前噬菌體后生成的病毒粒子和溶源細胞計數(shù)來估計溶源性的程度；但是該方法僅適用于可培養(yǎng)的細菌，且由于溶源噬菌體的不成功誘導，導致其準確性較低。因此，環(huán)境群落中溶源菌的鑒定和定量仍然具有挑戰(zhàn)性。從宏基因組數(shù)據(jù)中恢復基因組是一種可從異質(zhì)宏基因組序列中產(chǎn)生數(shù)十至數(shù)百個基因組草圖的新興技術(shù)，該技術(shù)不僅能夠連接內(nèi)源微生物的功能和分類數(shù)據(jù)，也允許組裝未培養(yǎng)的微生物譜系的原位基因組。由于溫和型噬菌體是宿主基因組的一部分，因此從宏基因組數(shù)據(jù)中原位恢復定居細菌的個體基因組提供了研究包括腸道微生物組等天然微生物群落中溶源性的機會。

本文檢查了腸道細菌和噬菌體群落中共生溶源菌及其前體的豐度和多樣性。作者基于糞便細菌宏基因組重建的細菌基因組中的前噬菌體檢測，對溶源菌進行了分類，并評估了細菌群落中原位共生溶源菌的優(yōu)勢。使用在無菌水和動物飼料維持的無特定病原體C57BL / 6小鼠，以最大限度地減少對腸道定居微生物群落的外源污染。獲得了兩組腸道噬菌體群體的基因組數(shù)據(jù)集：一組潛伏的噬菌體，整合在宿主細菌基因組中（整合的溶源噬菌體）；和另一組活性噬菌體，在宿主細菌外自由存在（自由噬菌體）。還建立了細菌宏基因組的溶源組分，并通過對游離和整合的噬菌體數(shù)據(jù)集的序列比較來鑒定活性溶源菌和溶源菌。最后作者利用噬菌體-溶源噬菌體聯(lián)系來預測主要溶源化的腸道生態(tài)系統(tǒng)中的細菌-噬菌體感染模式。

1. 動物實驗

動物實驗由慶熙大學的機構(gòu)動物護理和使用委員會批準。無特定病原體的編號為C57BL / 6J 的4周齡雄性小鼠（n = 6，日本SLC，日本）保持在通氣的塑料隔離器中（溫度25± 1 °C 、相對濕度48 ± 6%和一個14h白天/10h黑暗循環(huán)的光照設置），供給經(jīng)消毒的食品和水。由于飲食是腸道細菌和噬菌體群落的強大驅(qū)動力，故使C57BL / 6小鼠經(jīng)歷連續(xù)的飲食轉(zhuǎn)變（圖1）。

圖1. 兩組（FORTH和BACK）C57BL/6小鼠（3個一組）連續(xù)3周喂養(yǎng)三種不同類型的飲食

先用低脂肪飲食（LFD）喂養(yǎng)小鼠三周，之后將小鼠分為三組（3個一組）；一組（FORTH）接受高脂肪、高蔗糖的飲食三周，另外一組（BACK）接受低脂肪、高植物多糖的飲食三周。飲食再次轉(zhuǎn)為要么高脂肪、高蔗糖的飲食（HFHS）或者低脂肪、高植物多糖的飲食（LFPP）并用來喂養(yǎng)小鼠三周。最后，將飲食轉(zhuǎn)為低脂肪飲食（LFD）用來喂養(yǎng)小鼠三周。在每個階段的第三周收集每個個體約0.5 g糞便，并立即儲存在-80℃。

2. DNA提取和全基因組鳥槍法測序

將糞便樣品懸浮在經(jīng)0.02 μm過濾的鎂鹽緩沖液中，4℃下以2500×g離心5分鐘將懸浮液分成沉淀和上清液。該步驟重復四次，然后將樣品再次以5000×g在4℃下離心10分鐘獲得病毒和原核生物完全的分離（圖2），沉淀物用于細菌宏基因組的DNA提取。將上清液用于病毒樣顆粒純化（0.45μm過濾）和病毒宏基因組的DNA提取。用細菌16S rRNA基因特異性引物通過定量PCR評估宏病毒組DNA中的細菌污染。使用Illustra Genomiphi V2 DNA擴增試劑盒擴增宏病毒組DNA，細菌和病毒DNA基于Illumina HiSeq4000測序儀（2×101 bp）測序。

圖2. 基于從宏基因組序列重建細菌基因組，前噬菌體檢測和噬菌體基因組比較等鑒定溶源菌及其活性的流程

3. 細菌宏基因組的從頭組裝、裝箱和校正

原始reads經(jīng)質(zhì)量過濾，保留了每個細菌宏基因組（n = 24）的平均值（±SD）為4.0±0.5 Gb的高質(zhì)量reads（圖2）。使用IDBA-UD對雙末端reads進行共組裝，并使用MetaBAT基于四核苷酸頻率和豐度信息對組裝好的序列進行裝箱，得到484個草稿圖質(zhì)量的基因組（bacterial bins）。使用CheckM的“merge”，“outliers”和“modify”命令來校正細菌bins，得到456個bins（圖3）。

圖3. 181個細菌bins的基于四核苷酸頻率的散點圖

通過mapping分析，選取能夠mapping校正后bins的scaffolds中reads數(shù)最多的宏基因組樣品，并對該宏基因組樣品中reads進行重組裝。使用CheckM的譜系特異性單拷貝基因工作流程評估細菌bins的完整性和污染度，濾掉完整度<30％且污染度> 10％的bins；最后獲得了181個細菌bins。

4. 整合溶源性噬菌體的檢測和自由噬菌體的宏基因組組裝

使用VirSorter對細菌bins的scaffolds中的溶源性噬菌體序列進行預測。為減少假陽性率，作者僅僅保留擁有至少一個病毒標記基因，或富集有病毒樣基因或非有尾噬菌體目的預測結(jié)果（category 1 and 2 in entirely viral; category 4 and 5 in prophages）。對噬菌體宏基因組（n = 24）的原始reads進行質(zhì)量過濾，以獲得細菌宏基因組中描述的高質(zhì)量的雙末端的reads。

5. 蛋白簇和病毒簇

收集兩個參考數(shù)據(jù)集：4485個源自RefSeq數(shù)據(jù)庫的DNA病毒基因組（RefSeq_viral）；和12498個源自5492個微生物基因組（RefSeq數(shù)據(jù)庫）中的溶源性噬菌體基因組（RefSeq_proph）。噬菌體宏基因組、溶源性噬菌體基因組和兩個參考數(shù)據(jù)集中基因組的蛋白質(zhì)按至少60％序列相似性和80％比對率進行聚類。基于共享基因內(nèi)容的網(wǎng)絡分析創(chuàng)建病毒簇，這可以產(chǎn)生接近屬水平的病毒種群。該分析分別以1361和287個非冗余的噬菌體和原噬菌體基因組的長contigs（≥3 kb）為基礎進行分析?；谙嗷LAST匹配計算蛋白質(zhì)序列相似性，并使用馬爾可夫聚類算法定義蛋白質(zhì)簇。使用vConTACT基于蛋白簇計算基因內(nèi)容相似性并生成病毒簇。

6. CRISPR-Cas陣列鑒定

使用PILER-CR預測細菌bins中CRISPR陣列。使用CRISPRTarget參數(shù)將間隔區(qū)與噬菌體宏基因組的contigs進行比較。選擇在整個間隔區(qū)上完全或幾乎完全匹配（最多兩個不匹配）以與原型間隔區(qū)精確匹配的間隔區(qū)。

7. 病毒tRNA的鑒定

使用ARAGON在噬菌體宏基因組的contigs中鑒定tRNA基因的序列。使用BLASTn分析比較tRNA序列和細菌bins的scaffolds，且完美匹配的tRNA被認為是顯著的。

8. 細菌-噬菌體感染網(wǎng)絡分析

使用FALCON且基于“the nestedness temperature calculator（NTC）”方法計算嵌套性指數(shù)，使用R包中的“l(fā)pbrim”函數(shù)且基于“the Bipartite，Recursively Induced Modules（BRIM）”方法去計算模塊性指數(shù)。

9. 統(tǒng)計分析

p值<0.05為顯著。使用prism 5="" for="" windows（graphpad="" software，usa）且基于不成對的雙尾student’s檢驗確定細菌bins豐度的差異。使用spearman等級相關(guān)性計算細菌分類的基因組的完整性和大小與溶源菌百分比和豐度的相關(guān)性。基于jaccard非相似性使用r包“vegan”對活躍的溶源型噬菌體進行了主坐標分析，且基于bray-curtis非相似性對溶源菌和非溶源菌進行了主坐標分析（pcoa分析）。使用函數(shù)“adonis”（999個排列置換）對beta多樣性的統(tǒng)計學顯著性進行估算。使用one-way="" anova分析和tukey’s="" post-hoc="">

1. 從宏基因組數(shù)據(jù)集中恢復細菌的基因組

圖4. 共生溶源菌的分類學分布

使用宏基因組組裝和binning過程，獲得了一個由181個共生細菌bins（基因組完整度>30%且污染度<10%）組成的微生物群落。根據(jù)保守標記基因的系統(tǒng)發(fā)育分析，這些細菌bins被分類為厚壁菌門（133個bins）、擬桿菌門（36個bins）、放線菌門（4個bins）、變形菌門（4個bins）、軟壁菌門（1個bin）、脫鐵桿菌門（1個bin）、疣微菌門（1個bin）和未知的類群（1個bin）（圖4>

2. 共生溶源菌的優(yōu)勢地位

圖5. 腸道細菌群落中共生溶源菌的分布和豐度

基于病毒“標記”基因的存在去計算預測前噬菌體序列。總共從119個細菌bins（65.8%）中預測到336個前噬菌體（12,914 ± 12,460 bp, mean ± SD）；這些被認為是溶源菌的bins（圖5 b）。溶源菌bins的豐度（53.6±2.4％）高于非溶源菌bins的豐度（46.4±2.4％）（圖5 c），且溶源菌bins的豐度隨著基因組完整度和基因組大小的增加而增加（圖5 b）。這里觀察到的溶源菌比例遠大于公共可獲得的細菌基因組中溶源菌比例（46-54%的基因組是溶源菌），這暗示著前噬菌體廣泛分布于共生細菌之中。溶源菌bins的百分比和豐度與基因組完整度和大小呈正相關(guān)關(guān)系（圖6），暗示著數(shù)據(jù)集提供了一個對于共生細菌中溶源菌實際數(shù)目的最小估計。

圖6. 181個細菌bins的基因組完整度與基因組大小和溶源菌bins的百分比和豐度平均值的相關(guān)性分析

作者通過比較溶源菌和非溶源菌中各個bins的平均豐度來檢查共生溶源菌的適應性后果，因為溫和型噬菌體的攜帶對于它們的宿主來說可能是昂貴的。溶源性總bins的平均豐度顯著低于非溶源菌，但是對于完整度>70%或者基因組大小>2 Mb的細菌bins這些差異就會消失甚至反轉(zhuǎn)（圖7 a），盡管溶源菌的比例增加。

圖7. 溶源菌和非溶源菌單個bins平均豐度的比較

3. 共生溶源菌的分類學偏好性和飲食響應

溶源菌分布廣泛分布在所有觀察到的細菌分類群上，但非溶源性分類僅限于少數(shù)細菌分類群（圖5 d）。為了確定優(yōu)先溶源化的細菌類群，作者檢查了不同細菌門中溶源菌bins的分布。結(jié)果發(fā)現(xiàn)溶源菌bins廣泛分布于所有的細菌門類中，且在擬桿菌門（18.2-25.8%）和放線菌門（25.0%）中的分布少于厚壁菌門（77.4-87.7%）和變形菌門（100%）中的分布（圖4 a）。這些結(jié)果暗示著溶源性在特定的細菌類群中可能是有利的，這些細菌類群可以是屬水平甚至更低水平。

接下來確定了溶源性和非溶源性菌bins的豐度的飲食變異。根據(jù)基于Bray-Curtis非相似性的PCoA分析結(jié)果，發(fā)現(xiàn)溶源菌和非溶源菌bins的豐度受飲食類型的影響。豐度的變化與LFPP飲食更相關(guān)而不是LFD或HFHS飲食（圖8 a和b）。

圖8. 溶源菌和非溶源菌群體豐度的飲食變化

HFHS飲食增加厚壁菌門（梭菌和桿菌）的豐度，同時LFPP飲食增加擬桿菌門的豐度（圖8 c、d和e）。溶源菌bins在喂養(yǎng)HFHS飲食的小鼠中豐度更高，同時非溶源菌bins在喂養(yǎng)LFPP飲食的豐度更高（圖8 a和b）。較之非溶源菌bins而言，飲食的種類對梭菌的溶源菌bins的變異做出了更大的貢獻（圖8 c），盡管飲食的種類對桿菌和擬桿菌門中溶源菌bins和非溶源菌bins的變異做出了相似的貢獻（圖8 d和e）。

4. 從共生溶源菌誘導產(chǎn)生的前噬菌體形成了噬菌體群落中的一部分

作者比較了共生溶源菌的原噬菌體基因組與游離噬菌體的宏基因組，以估計活性噬菌體集合中前噬菌體的比例。由噬菌體宏基因組編碼的蛋白質(zhì)首先基于序列相似性的比較進行聚類；這生成了2348 ± 2106個蛋白簇并伴隨著455 ± 1411個單體。然后將代表性序列與來自原噬菌體基因組和兩個參考數(shù)據(jù)集（Refseq_viral和RefSeq_proph）的蛋白質(zhì)序列進行比較。大部分蛋白簇（89.7 ± 4.3%）與這三個數(shù)據(jù)庫的蛋白質(zhì)之間沒有明顯的相似性（圖9 a）。

圖9. 整合的前噬菌體和自由噬菌體之間高度的序列相似性

蛋白簇可被Refseq_proph（55.2 ± 2.6%）、整合的前噬菌體（51.1 ± 3.0%）和Refseq_viral（12.9 ± 1.8%）注釋（圖 9 b）。許多病毒contigs（76.7 ± 9.2%）沒有編碼這三個數(shù)據(jù)庫中的蛋白質(zhì)（圖 9 a）。鑒定出的contigs被Refseq_proph（72.4 ± 2.3%）和被整合的前噬菌體（52.6 ± 2.5%）以及Refseq_viral（18.5 ± 1.5%）注釋到（圖 9 b）。這些數(shù)據(jù)暗示著腸道噬菌體群落的遺傳內(nèi)容由大部分未被表征的前噬菌體相關(guān)基因所主導。

接下來，使用一個基于共享基因內(nèi)容的網(wǎng)絡分析創(chuàng)建病毒簇，生成了184個病毒簇并伴隨589個單體。結(jié)果發(fā)現(xiàn)，98個病毒簇與這三個數(shù)據(jù)庫中的任何一個基因組沒有任何聯(lián)系（圖9 a），暗示著很大一部分腸道噬菌體種群有待研究。就基因組的數(shù)目而言，數(shù)據(jù)庫高度偏向于Refseq_viral和Refseq_proph。前噬菌體的注釋效率（與自由噬菌體的序列同源的序列數(shù)目與參考序列的總數(shù)目的百分比）至少高于數(shù)據(jù)庫Refseq_viral和Refseq_proph的14倍（圖9 c），推測原位誘導的多樣共生細菌的前噬菌體可能貢獻了腸道噬菌體群落的大部分。

為了驗證這個，作者將游離噬菌體的宏基因組reads與前噬菌體片段進行比對（BLASTn，相似性>95%和比對率>90%），假如比對上即認為前噬菌體是誘導的且細菌bins是活躍的。結(jié)果，99個溶源菌bins（83.2%）的234個前噬菌體（69.6%，每一個噬菌體宏基因組38,856 ± 13,121個reads）是活躍的（圖10 a），且這些活躍的前噬菌體廣泛分布于共生溶源菌的所有類群之中，除了疣微菌門（圖10 b）。病毒簇的網(wǎng)絡圖也提供了整個群落范圍的噬菌體-原噬菌體連接概述（圖11）。這些連接不限于某種病毒簇或細菌類群，且很少在綱或者更高的細菌分類水平上被觀察到，暗示著溶源性在緊密的細菌-噬菌體特異性約束力中發(fā)生。

圖10. 在活躍的共生溶源菌中前噬菌體是自發(fā)地被誘導

圖11. 游離噬菌體和整合的前噬菌體的基因組序列的病毒簇網(wǎng)絡可視化

5. 自由噬菌體和整合的前噬菌體的分類學多樣性

圖12. 噬菌體組和前噬菌體組的病毒分類學信息

總體而言，113個自由噬菌體簇（61.4%）和46個整合的前噬菌體簇（65.9%）在科或者更低的水平上未能得到注釋（圖12 a）。自由噬菌體之中，長尾噬菌體科（42.7%）和肌尾噬菌體科（40.4%）貢獻了群落的時間穩(wěn)定性，且是豐富的，整合的前噬菌體之中，長尾噬菌體科（42.7%）和肌尾噬菌體科（40.4%）在不同的細菌類群之中都是占優(yōu)勢地位的，盡管短尾噬菌體科僅僅只在變形菌門中被檢測到（圖12 c）。

6. 自由噬菌體和整合的前噬菌體的分類學多樣性

為了分析溶源性和CRISPR-Cas系統(tǒng)之間的關(guān)聯(lián)，作者使用CRISPR重復區(qū)域鑒定方法搜索了細菌bins之中的CRISPR陣列。和前噬菌體的分布相反，CRISPR陣列僅僅只在45個細菌bins（24.9%）之中出現(xiàn)（圖13 a），這幾乎是公共可獲得細菌基因組CRISPR陣列數(shù)的一半（47%）。

圖13. CRISPR系統(tǒng)在細菌bins之中的分布

作者接下來通過在噬菌體宏基因組中搜索原型間隔區(qū)序列來探索活性CRISPR陣列；作者發(fā)現(xiàn)11個細菌bins之中的所有間隔區(qū)的僅僅6.5%（60/920間隔區(qū)）與病毒序列顯示了精確的配對（圖13 b），這暗示著腸道噬菌體沒有經(jīng)受過共生細菌的CRISPR-Cas系統(tǒng)。盡管CRISPR陣列或者前噬菌體的出現(xiàn)與前噬菌體片段或者CRISPR間隔區(qū)的數(shù)目無關(guān)（圖13 c），CRISPR間隔區(qū)和前噬菌體片段的數(shù)目之間的負相關(guān)關(guān)系是明顯的（圖13 d）。這符合溶源菌傾向于在CRISPR陣列中有更少的間隔區(qū)，而非溶源菌更可能在CRISPR陣列之中有許多間隔區(qū)。

7. “嵌套-模塊化的”細菌-噬菌體感染網(wǎng)絡

細菌-噬菌體感染網(wǎng)絡模式可以預測潛在的生態(tài)和進化過程。病毒簇的噬菌體-前噬菌體連接允許作者去定義細菌-噬菌體感染，導致34個病毒簇的宿主分配。使用一個由50列（病毒簇）和98行（細菌bins）組成的二元鄰接矩陣，作者檢查了細菌-噬菌體感染網(wǎng)絡的嵌套性和模塊性。這些網(wǎng)絡分析揭示了細菌-噬菌體感染模式的嵌套性（N_NTC = 0.97）和模塊化（Q = 0.66）。“嵌套-模塊化”的感染模式與細菌和噬菌體拮抗性的共進化模式相似，如此噬菌體已經(jīng)由專一者進化為通才者，且細菌-噬菌體的相互作用在模塊約束力之下多樣化為多尺度結(jié)構(gòu)。因此，“嵌套-模塊化”感染模式反映了腸道噬菌體容易與共享相似的由等位基因變異所概括的遺傳模塊的共生細菌相互作用，且這些相互作用的大部分會導致溶源化。

圖14. 病毒簇和細菌bins之間的細菌-噬菌體互作網(wǎng)絡

目前的研究旨在使用基因組分辨率的宏基因組分析、測量腸道細菌和噬菌體宏基因組中活性共生溶源菌和前噬菌體。通過從宏基因組數(shù)據(jù)中捕獲重建的細菌物種基因組中的原噬菌體基因組，發(fā)現(xiàn)大多數(shù)多種細菌類群的共生細菌是溶源菌。通過比較集成前噬菌體和游離噬菌體的兩個宏基因組數(shù)據(jù)集，作者確定了腸道環(huán)境中的溶源菌活性和前噬菌體誘導，提供了共生細菌可以作為腸道噬菌體群落的遺傳庫的證據(jù)。而且，這些前噬菌體介導的細菌-噬菌體聯(lián)系基于網(wǎng)絡分析確定了腸道系統(tǒng)中發(fā)展的共生互作的生態(tài)和進化關(guān)系成為可能，揭示了類似于海洋細菌和噬菌體的拮抗相互作用的“嵌套-模塊化”的進化結(jié)構(gòu)。

MAGIGENE,GUANGDONG 

廣東美格基因科技有限公司成立于2016年8月，是一家專注于高通量測序、基因芯片、生物試劑、生物信息分析等方面科研服務的國家高新技術(shù)企業(yè)。公司擁有一支多學科交叉、研發(fā)能力強大、管理經(jīng)驗豐富的高素質(zhì)團隊，其中碩博以上學歷占40%。公司秉承“以技術(shù)引領品質(zhì)、以品質(zhì)創(chuàng)造價值”的理念，精心打造優(yōu)質(zhì)的科技服務平臺，建立了廣泛的技術(shù)服務網(wǎng)絡，參與開發(fā)了數(shù)十款生物信息學分析軟件及數(shù)據(jù)庫，現(xiàn)已取得9項軟件著作權(quán)、2項高新技術(shù)產(chǎn)品、8項發(fā)明專利，并在國際知名雜志上發(fā)表高水平研究論文30余篇。目前已為清華大學、中國科學院、中山大學、美國佐治亞理工學院、香港浸會大學等國內(nèi)外眾多科研學術(shù)機構(gòu)提供了全方位的科研服務，在行業(yè)內(nèi)具備顯著影響力。

美格基因?qū)Ｗ⑽⑸锝M學領域，不斷拓展基因組學在環(huán)境、生態(tài)、農(nóng)業(yè)和醫(yī)學健康領域的應用，持續(xù)開發(fā)國際領先的產(chǎn)品和服務，致力于成為全球領先的微生物組學產(chǎn)品和服務提供者。

美格基因，

發(fā)現(xiàn)微生物之美